详细介绍
品牌 | 其他品牌 | 产地类别 | 国产 |
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应用领域 | 综合 |
肝部分切除基本以30%、50%、70%和90%肝切除为主,根据肝叶比例进行相应切除,但右上叶和右下叶同属一个功能单位,两者有一段融合共用的脉管系统,单独切除其中一部分容易损伤残留肝叶脉管系统的通畅性。肝切除对肝再生的刺激强度与所切除肝脏的质量有直接的关系,切除量大于85%或小于30%均可导致再生缓慢。
构建小鼠 70%肝脏切除模型
实验动物选择:
小鼠肝脏分叶结构明显并都有相对独立的肝静脉系统和Glisson系统,各肝叶比重相对固定,便于进行不同比例肝部分切除,且其胆囊解剖更接近人类。且小鼠大部分肝切除模型是当前研究肝脏再生的最佳模型,可用于模拟肝脏再生的起始、增殖和终止阶段。
肝切除模型造模方法:
(一)用2%异氟的烷气体麻醉小鼠。
(二)腹部消毒后,取剑突下腹部正中竖切口,长度 1.5cm-3cm,开腹时注意不要损伤腹腔器官组织,依次切开表皮、肌层及腹膜,找到肝脏,用镊子拉开并固定两侧腹肌,充分暴露肝脏。
(三)用眼科剪游离与肝脏相关的韧带,先后结扎肝中叶及左外侧叶并切除,注意保留胆囊;结扎时要靠近肝叶基底,尽量减少肝叶的残留和对血管的损伤,结扎时动作要轻柔,避免撕扯到肝下的血管。
但值得注意的是,结扎中叶时线结的位置不能太靠近肝上的腔静脉,否则会导致静脉闭塞或狭窄,阻碍残留的右叶和尾叶的血液回流,从而导致肝组织的坏死和再生的失败。因此,线结的位置应该超过胆囊,但与上腔静脉的距离应不小于2mm。
(四)回纳剩余肝组织及腹内容物,依次缝合关腹,缝合后再次消毒切口。术后禁食禁水6h。皮下注射5%葡萄糖的注射液替代术中蒸发损失,出血和液体移位中的液体损失,并作营养用,放置于37℃温箱复温6h。
(五)以手术结束为0h,根据分组时间点要求分别于术后24h、72h、7d将动物处死,称量并记录各组再生肝脏的重量,取样。肝组织收集后迅速-80℃低温冰箱保存。
构建肝脏缺血再灌注损伤模型
实验动物选择
缺血再灌注损伤实验模型多选用大鼠等啮齿类动物来建立。相对与大小鼠而言,小鼠具有饲养成本低、空间利用率高、药剂消耗量小、操作同步性好等优点。
动物品系:Balb/c小鼠,雄性,周龄为6-8w
造模方法
1、 术前12h禁食,自由饮水。
2、 腹腔注射麻醉,麻醉成功后将小鼠平躺在手术的台上胶带固定四肢,将小鼠腹部术去毛,用碘酒和75%乙醇术区消毒。
3、 取腹正中切口1cm,打开腹腔,小心分离出肝脏供血的门静脉和肝动脉。
4、 用无创血管的夹夹闭门静脉和肝动脉,0.5min后,肉眼可见阻断叶明显变白,说明阻断成功,用止血的钳夹闭皮肤切口临时关闭腹腔,将小鼠放恒温加热毯上保温。
5、 完成持续缺血60min后,重新打开腹腔,迅速取出血管的夹,恢复缺血肝血流,0.5min左右可见缺血区肝脏由白色逐渐恢复为鲜红色表明再灌注成功,逐层缝合腹腔肌肉和皮肤关闭腹腔,完成手术。待小鼠清醒后放回饲养室饲养,密切关注小鼠的状态及生存状况并做好记录。
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